Montaje de nanomáquinas en tubos fabricados con bacterias

Para investigar cómo funcionan las máquinas microscópicas que mantienen vivas a las células, muchos científicos intentan reproducir en el tubo de ensayo los procesos que suceden en los seres vivos. En mi laboratorio decidimos hace unos años convertir a una bacteria en un tubo de ensayo para añadirle los ingredientes cuya actividad se quiera ensayar.

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El tubo de ensayo es un ambiente artificial pero sirve para investigar y reproducir parte de lo que sucede en un ser vivo.

 

Usar tubos de ensayo permite a los científicos añadir a voluntad uno u otro de los componentes de las reacciones bioquímicas y analizar los resultados. Tomando como punto de partida los avances técnicos y los conocimientos obtenidos mediante esa ingente labor de análisis que se realizó en el siglo veinte queremos ahora dar un paso más: sintetizar algunas nanomáquinas de las que poseen las células para reproducir en el tubo de ensayo los procesos que suceden en los seres vivos. Esto no es difícil cuando se trata de reacciones químicas sencillas, como podría ser la oxidación del alcohol por enzimas del hígado en la cual intervienen el etanol, una enzima y el oxígeno.

Pero cuando se intenta reproducir un proceso más complejo, como es el caso de ensamblar un tabique que divida en dos a una bacteria durante la proliferación celular la tarea se complica. No solo porque intervienen varias decenas de tipos de moléculas diferentes que interaccionan entre ellas de muy diversas maneras, sino porque la maquinaria molecular para dividir a la bacteria madre en dos hijas ha de estar perfectamente integrada en la estructura de una célula, si no fuese así la división celular podría tener consecuencias funestas.

Maxicells

Bacterias convertidas en tubos de ensayo. Se inicia el proceso irradiando con luz ultravioleta un cultivo de bacterias. Los daños causados en su ADN provocan la degradación del cromosoma (los óvalos azules) y un antibiótico, la cicloserina, destruye la pared celular (el rectángulo de color negro) de cualquier bacteria cuyo cromosoma haya escapado a la destrucción. Al final queda un conjunto de células sin cromosoma llamadas maxicélulas, que pese a estar prácticamente muertas, ya que no se pueden reproducir, todavía pueden producir proteínas a partir de los genes que se hayan colocado en plásmidos. Procedimiento tomado de Sancar et al. 1979. J. Bacteriol. 137: 692-693.

En mi laboratorio del Centro Nacional de Biotecnología del CSIC, Manuel Pazos y Paolo Natale han conseguido reproducir varias reacciones complejas que ocurren en la bacteria Escherichia coli utilizando como recipiente a la misma bacteria privada de su cromosoma. Uno de los trabajos realizados acaba de publicarse en la revista PLOS ONE. Para eliminar el cromosoma sometieron a la bacteria a la acción de luz ultravioleta, lo que al producir daños en el ADN provoca su destrucción. Aprovecharon además que las moléculas de ADN de pequeño tamaño, como los plásmidos, se escapan al daño producido por la luz ultravioleta en el cromosoma, que es de mayor tamaño. Colocando en plásmidos los genes cuyos productos se quieren estudiar se añaden a voluntad uno o más ingredientes de los que la bacteria utiliza para proliferar. A continuación pudieron determinar si en ausencia del cromosoma esos productos tienen la misma actividad que en la bacteria intacta para así averiguar el papel que ejerce el cromosoma en la división de la bacteria.

Uno de los mecanismos por los que la bacteria evita el daño que se produciría a sí misma si al dividirse no lo hiciese exactamente por la mitad consiste en localizar dónde está el punto central de su longitud. Para ello E. coli utiliza unas moléculas que se desplazan de una punta a otra de la bacteria impidiendo que la división ocurra por cualquier lugar que no sea el centro. En el trabajo publicado ahora se ha comprobado que esa misión preventiva ocurre incluso aunque no haya cromosoma, las moléculas que la ejecutan pueden seguir recorriendo el interior de la bacteria ellas solas sin necesidad de que nada más las guíe.

MinD

El desplazamiento de las proteínas Min a lo largo de la bacteria detecta la posición en donde se encuentra la mitad de cada célula. Ese es el sitio en donde se ensambla la maquinaria que divide la célula para producir dos hijas iguales. En la bacteria normal la posición central la puede marcar también el lugar en donde los dos cromosomas quedan separados tras la replicación del ADN. En la imagen se muestra la secuencia que dentro de una maxicélula recorre MinD, una de las proteínas Min, fusionada a una proteína fluorescente de color verde. Se tomaron imágenes sucesivas cada medio minuto. En las maxicélulas el recorrido se hace incluso aunque no haya cromosoma. De ello se deduce que el desplazamiento de las proteínas Min es independiente del sistema que impide la formación de un tabique de división que cortaría el cromosoma si ocurriese antes de completarse la replicación. Los dos sistemas, Min y la oclusión del centro por el cromosoma sin replicar, son mecanismos complementarios que evitan errores durante la división de la célula.

La aplicación práctica de estas observaciones se conseguirá cuando se identifiquen compuestos que inutilicen los mecanismos que los patógenos usan para proliferar y causar enfermedades. Serán nuevos antibióticos que ayudarán a combatir las infecciones provocadas por bacterias que cada vez son más resistentes a los medicamentos ahora disponibles.

El trabajo ahora publicado se inspiró en una conversación con Fernando de la Cruz de la Universidad de Cantabria y ha contado con la colaboración de William Margolin de la Universidad de Texas-Houston School of Medicine y la aportación técnica de Pilar Palacios y Mercedes Casanova.

REFERENCIA:

Pazos M, Casanova M, Palacios P, Margolin W, Natale, P, Vicente M (2014) FtsZ Placement in Nucleoid-Free Bacteria. PLoS ONE 9(3): e91984. doi:10.1371/ journal.pone.0091984.

Otras publicaciones que hacen uso de las maxicélulas para estudiar la proliferación de E. coli:

M. Pazos, P. Natale and M. Vicente. 2013. A specific role for the ZipA protein in cell division: stabilization of the FtsZ protein. J. Biol. Chem. 288: 3219-3226.

M. Pazos, P. Natale, W. Margolin and M. Vicente. 2013. Interactions among the early Escherichia coli divisome proteins revealed by Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC). Environmental Microbiol. 15: 3282–3291.

 

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Comentarios

Muy bueno. Enhorabuena por el paper.

Que buen trabajo !! digno de ser difundido por un gran comunicador como es M.Vicente

Enhorabuena por este articulo!
¿Qué pasaría a la desplazamiento de la FtsZ normal si las maxicellulas son obtenidos de mutantes que no tienen las proteinas Min?

Muy buen trabajo… vislumbra muchos trabajos futuros, sobretodo como dice el articulo, con el objetivo de encontrar dianas para nuevos antibioticos frente a las superbacterias que ya resisten todo, incluidos carbapenemes y colistin.
Saludos.

Respuesta (científica) a la pregunta planteada por Conrad Woldringh.
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Esta pregunta, para quienes no hayan indagado en el artículo citado y sean novicios en el estudio del ciclo celular de Escherichia coli (caso que no es el de Conrad), se refiere a cómo se localizaría FtsZ, una de las proteínas necesarias en la proliferación bacteriana para que una bacteria se divida en dos. Esta proteína es la protagonista principal del proceso de división, y es sobre la que actúan los mecanismos, como Min, de localización del sitio de división.
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Para observar la localización de FtsZ en las maxicélulas en ausencia del sistema Min hemos elegido otra alternativa distinta a la de producir las maxicélulas a partir de una estirpe carente de Min. Lo que hicimos fue inducir en ellas una variante de FtsZ que no contiene el dominio de interacción con MinC. Esta alternativa tiene la ventaja de que no hay que construir nuevas estirpes de la bacteria y por ello, aparte de ser más sencilla, no exige una nueva puesta a punto del procedimiento de obtener maxicélulas. También nos aseguramos así que los controles ya publicados sobre las maxiceulas son válidos y no hemos de repetirlos en una nueva estirpe.
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De esta manera observamos que la variante de FtsZ carente del dominio de interacción con MinC, a diferencia de la proteína original, no se localiza de forma organizada dentro de la maxicélula. Mientras que la FtsZ completa se concentra en el centro de la maxicélula formando un anillo, la FtsZ defectuosa forma una masa desorganizada a lo largo de toda ella.
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Puedo añadir que el dominio por el que FtsZ interacciona con MinC también le sirve para hacerlo con otras proteínas. Por ejemplo con, ZipA, una proteina que la estabiliza y facilita su asociación a la membrana. Por eso, en el artículo publicado en “Jornal of Biological Chemistry” propusimos que ese dominio de FtsZ funciona como un centro de comunicaciones (“central hub”) que responde a diversas señales procedentes de distintas proteínas.
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Gracias por la pregunta Conrad, también Jeff Errington me la formuló en el congreso de la ASM en Boston el 19 de mayo.

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