Rutas bioquímicas de formación de sustancias liquénicas a partir del acetil CoA. (Salvador González Carcedo. Curso avanzado en Bioquímica del Suelo. La naturaleza de los aportes naturales. Los líquenes 6.d.2.b.1)

Si en el post (6.d.2.a) hemos introducido una clasificación química clásica, el estudio de sus rutas biosintéticas reordena el conocimiento, al permitir prever la capacidad productiva de glucosa fotobionte, y establecer las capacidades transferidas o perdidas, junto con la de transformación y elaboración actual de sustancias liquénicas, retenidas o propias del micobionte todo ello, dentro de un contexto adaptativo y evolutivo del conjunto. Así abrimos las puertas hacía la síntesis de las llamadas de sustancias liquénicas cuyos conjuntos enzimáticos se encuentran localizados en el micobionte.   Pero o estoy equivocado o mucho me temo, que si estudiamos a fondo el metabolismo de las algas, bastantes de estas sustancias liquénicas, ya fueron generadas por las algas de forma autónoma.  En todo caso ¿se han parado a pensar cuanto se parecen las moléculas liquénicas a eso que llamamos ácidos húmicos o sus derivados tras un ataque químico?.  Miren las moléculas que obtiene Schnitzer tras una acción degradativa y reflexionen.  A lo mejor, y lentamente intentamos desencriptar también el contenido de las palabras acidos fulvicos y ácidos húmicos.

Las clasificaciones de las sustancias liquénicas basadas en rutas bioquímicas, además de ampliar los conocimientos sobre el metabolismo secundario, permite conocer ciertos mecanismos de adaptación/respuesta lo que presenta gran interés no solo dentro del conocimiento de la bioquímica evolutiva de las adaptaciones de los seres vivos, sino también en la biotecnología.

Retomando esta complementariedad de gestión metabólica indicaré que el alga precisa de una hidratación elevada (entre el 65 y el 90%) para desarrollar su actividad. Un descenso por debajo del 30% genera una situación exportadora nula hacia el talo, acompañada de una deflacción de la respiración del conjunto, entrando el alga en una situación de latencia, que no el hongo, en términos de síntesis bioquímica. A efectos térmicos la capacidad fotosintética alcanza su óptimo entre 15 y 25 ºC, pero también es efectiva con niveles próximos a 0ºC.  Dado que, en esta situación invernal, la respirometría desciende más, pero el trabajo para retener el agua es prácticamente nulo, nos encontramos con que los periodos óptimos para la expansión de los líquenes son los invernales.

También hay que recordar que las algas pueden “foto-respirar” ante un exceso del periodo de iluminación y producción de O2 no disipado, lo que modifica el destino de una fracción de la Ribulosa 1,5 bisfosfato que en vez de introducir CO2 en el ciclo de Calvin, adquiere un destino diferente como es la producción de oxalato… cálcico en determinadas especies liquénicas, cuya acumulación es referente que llama la atención en ciertos líquenes.

El conocimiento bioquímico del “sector” fúngico de los líquenes obliga a una agrupación de las rutas metabólicas que conducen a la formación de familias de sustancias liquénicas, asociables a la evolución/adaptación que han tenido estos vegetales en su aventura terrestre (sin olvidar el origen acuático de sus predecesores).  Su análisis conduce a pensar que el acerbo (pool) del acetil-CoA es la clave básica de la que derivan las sustancias liquénicas es. Junto a él existe un conjunto de enzimas encargados de usarle.

Previamente les diré a nuestros estudiantes que cuando junto a un acerbo molecular específico (caso del acetil CoA), coexisten distintos enzimas capaces de su captura, la actividad de cada uno de ellos se regula en base a la afinidad entre el sustrato y cada uno de los centros activos (el concepto de afinidad es inverso al valor de la concentración de sustrato preciso para saturarle-Km-).  Esto permite que enzimas que actúan sobre un mismo sustrato y se ubican en mismo recinto metabólico, puedan actuar de manera ordenada. Es el ejemplo del depósito con las salidas dispuestas a una altura diferente.  En la medida en que el depósito se llena, el agua fluye por más salidas, sin impedir que las que están mas abajo dejen de aportar.

Para seguir con el ejemplo, el depósito iniciará su “llenado” en la misma medida en que se satisfaga la demanda general de cofactores reducidos (NADH, NADPH y FADH2) y de energía disponible (ATP). Dado que el fotobionte es el encargado de proporcionar glucosa, la actividad glucolítica del micobionte será extraordinariamente intensa, dado que la “primera salida de acetil CoA será para satisfacer al ciclo de Krebs.  Como consecuencia, la citrato sintetasa liquénica será el enzima de mayor intensidad metabólica y su Km tendrá el valor menor.

Esta direccionalidad del Acetil CoA se mantendrá a pleno rendimiento hasta que el conjunto de formas reducidas de NAD y NADP alcance entre el 80 y 90% del total de las moléculas portadoras del potencial reductor. Además, relación de carga de ATP (relación de Atkinson) debe de estar por encima de 0,8. 

Cuando el ciclo de Krebs baje su demanda de acetil-CoA, este metabolito se acumulará hasta alcanzar una concentración adecuada (Km) para que puedan activarse otro enzima que abra, al menos una de rutas metabólicas siguientes: 

• Ruta del ácido malónico (Síntesis de los ácidos grasos alifáticos).
• Ruta de condensación acetato-malonato
• Ruta del “isopreno activo”, o del ácido mevalónico, de extraordinario interés en la formación compuestos isoprenoídicos y de compuestos derivados del ciclopentano-perhidro-fenantreno (muchos de ellos con actividad vitamínica y hormonal).
• Ruta del ácido shikíminico, asociada a la formación de los aminoácidos fenólicos.

• Ruta del ácido malónico (Síntesis de los ácidos alifáticos).

Como para existir, crecer y multiplicarse los dos componentes del líquen precisan de membranas, y para ello su conformación se exigen fosfolípidos y que estos precisan de ácidos grasos, parece que esta sería la segunda salida de acetil CoA en importancia para su supervivencia por su responsabilidad estructural.

El primer hecho concurrente es la exigencia de una elevada tasa de CO₂, de biotina (portador) y del acetil CoA para formar ácido malónico.  Es decir, además de elevadas cantidades de acetil CoA, se precisa una relación de gases (CO₂/O₂) alta y mantenida, la cual aparece como consecuencia del trabajo ya realizado en tres reacciones de la glucolisis+ciclo de Krebs. Dos de ellas son descarboxilaciones oxidativas (formación de acetil-CoA y succinil-CoA a partir de los ácido pirúvico y oxalacético, gracias a la piruvato y a-cetogularato deshidrogenasa respectivamente) y la otra es una descarboxilación no oxidativa (formación de ácido a-ceto glutámico oxal-acético a partir del oxal-acético gracias a la oxal.acético descarboxilasa).

Y es que este CO₂ se precisa para asociarse al acetil-CoA y producir el malonil CoA (Wakil, S. 1950), molécula ácida que actuará como “cebador” del “sistema biosintético o ACP” que acepta temporalmente al malonato y al acetato simultáneamente.

La transferencia del radical malonilo sobre el acetilo (con liberación del CO₂ activador) da lugar al aceto-acetil-CoA, se realiza sobre una molécula portadora llamada ACP que en realidad en es conjunto multienzimático sobre el que se forman los ácidos grasos.  Una vez conseguida la reducción completa del grupo “oxo” presente en este ácido de 4 átomos de carbono (se utilizan NADPH y FADH₂ y se libera H₂O), el butiril-CoA resultante comienza un nuevo ciclo, al interaccionar con otra molécula de ácido malónico, con lo cual se justifica el porqué, en general, los ácidos grasos presentan un número par de átomos de carbono (Rittenberg y Bloch, 1945).  Esta situación se repite hasta una longitud determinada de la cadena que viene prefijada genéticamente. 

Una vez confeccionado el ácido graso preciso para cada membrana (no todas las membranas de una misma célula – plasmática y de orgánulos subcelulares- son necesariamente iguales) estos serán transferidos al glicerol-fosfato (producto de reducción de otro metabolito intermediario de la glucolisis: la dihidroxiacetona-fosfato) gracias a acil-transferasas, formandose asi el ácido fosfatídico básico. 

Hasta 1973, los ácidos grasos de cadena larga, como el oleico y linoleico eran los únicos citados como componentes liquénicos.  Posteriormente se demostró la existencia de otros de cadena mas larga y de estructuras variadas. Así, en la Xantoria parietina se hallaron ácidos grasos de entre 10 y 20 C, entre los había ácidos insaturados (palmitoléico, oléico, linoléico, linolénico y 11,14-eicosadienoico) y en Collema leptosporum^. apareció, junto al palmítico, esteárico, láurico, linoleico, oleico, el ácido araquídico. Hoy, es frecuente encontrarnos con ácidos hidroxilados/insaturados como el 9, 10, 12, 13-tetra-hidroxien-eicosanóico y el 9, 10, 12, 13-tetra-hidroxi-eicosanóico.

Los ácidos grasos liquénicos tienen cierta semejanza con los de los hongos no liquenizados, pero no son idénticos. Los ácidos agarícico y 2-decilcítrico, habituales en hongos, están estructuralmente relacionados con el ácido caperático, un acido graso típico de líquenes.  Pero los líquenes, muestran además presentan otros ácidos como el rocélico, rangifórmico y nor-rangifórmico. También interesa saber que los ácidos acaranóico y acarenóico son d-lactonas de los ácidos liquesterínico, nefrosteránico, nefrosterínico y protoliquesterínico, ejemplos de ácidos g-lactónicos de cadena larga, pues la biosíntesis de de estos anillos lactónicos de ácidos grasos de cadena larga es poco conocida.  La abundancia de dobles enlaces posiblemente sea un recuerdo de la dura transición (1500 millones de años) en la que hubo que sobrevivir ante un tóxico letal: el oxigeno, cuando la fotosíntesis anoxigénica facultativa imperaba en las aguas marinas y terrestres.    

También goza de interés actual la capacidad de formar compuestos bromados como el C₁₈H_17-23O₂Br  aislado de la Acospora gobiensis por Razenca et al (1999).  Y todavía es mas actual el estudio de los mecanismos de captura y acumulación del ión Cloruro por los líquenes.  Sin embargo, les recuerdo que esta capacidad bioquímica de manejo de iones como los cloruros, los bromuros y los yoduros, junto con los sulfatos, las tenían las algas muy acentuadas cuando eran libres y vivían en el mar…  

• Ruta de condensación del acetato-malonato (polimerización).

Esta ruta es la segunda en actividad respecto al uso del acetil CoA y la primera en capacidad de polimerización a los efectos de producción de sustancias liquénicas. También precisa la presencia de Cebador (como en la ruta anterior) y un objetivo importante es la génesis de ácido orselínico, unidad fundamental de la biosíntesis de dépsidos y depsidonas.

Su biosíntesis se inicia, con la condensación de 1 mol de acetil CoA y 1 mol de malonil CoA (sin necesidad de ACP o “acyl carrier protein”). Pero ahora la acetoacetilSCoA resultante de la condensación puede aceptar otras dos moléculas de malonilSCoA en sucesivas etapas, generando un policétido de 8 carbonos con capacidad para ser ciclado mediante dos procesos distintos:

a) condensación aldólica, produciendo ácido orselínico, y catalizada por el complejo “ácido orselínico sintasa”. Este sistema multienzimático contiene dos actividades transacetilásicas, una proteína transportadora de grupos acilo, un enzima de condensación, otra de ciclación y una capacidad hidrolásica.

Su mecanismo de formación implica una reacción de deshidratación en la etapa final produciéndose una ciclación que forma el ácido orselínico, y que es diferente a la que conduce a la formación del ácido 6-metilsalicílico, (gracias al enzima ácido aromático sintasa) característico de determinadas especies de hongos de vida libre. Atención a esa pregunta formulada…. sobre el ácido 7-metil salicílico, aplicable a sus plataneras, querido amigo de Costa Rica.

            b) condensación tipo Claisen, generando floroacetofenona.

Para alcanzar la condición de precursores de los dépsidos y sus derivados (depsidonas) la cadena lateral que sostiene el grupo a-aminopropiónico tiene que modificarse de tal forma que en las posiciones para y meta del anillo fenólico pueden entrar, como si de precursores lígnicos se tratara, tanto grupos -OH (fenólico), como grupos -OCH₃ (metoxi) y –CH3 (metilo).   Esta ruta, excepcionalmente activa en los hongos, esta permitiendo rectificar la clasificación de bastantes “sustancias liquénicas” al empezarse a encontrarse también en plantas superiores y en hongos no liquenizados.

El ácido orselínico es un precursor de los dépsidos derivados del orcinol, en cuya formación intervienen diversas esterasas que actúan sobre los derivados del ácido.  Así los para-dépsidos de la serie del orcinol presentan hidroxilos sustituidos en las posiciones 2 y 4 del primer anillo y en 2’ del segundo, con la excepción del ácidos planáico en el que  las posiciones 2 y 2’ están metoxiladas.  En el ácido confluéntico los metoxilos se encuentran en las posiciones 4 y 2′, mientras que en el ácido divaricático el metoxilo solamente aparece en la posición 4.

Entre los productos, los compuestos aromáticos liquénicos más frecuentes, se forman por esterificación de dos (a veces tres) unidades fenólicas, derivadas del orcinol (ácido orselínico).  

Otros derivados depsídeos del orcinol contienen grupos substituyentes ligados a las unidades de ácido orselínico.  Esos dépsidos derivan bioquímicamente del ácido 6-alquil-2,4-dihidróxibenzóico o del ácido 6-alquil-b-ceto-2,4-diidróxibenzóico.

Las variaciones en la cadena alquílica de las unidades del ácido arselínico condicionan la existencia de un número elevado de dépsidos. Así cadenas laterales con uno o mas carbonos (-CH_3, -CH₂CH₂ CH_3, -C₅H_11, -C₇H₁₅) se localizan en las posiciones 6 y 6′. Además puede aparecer en la cadena lateral un grupo oxo en posición b, como es el caso del ácido confluéntico. Siempre pensé que el ácido fólico, cofactor de estas actividades de alquil-transferencia, tenía unos orígenes muy remotas.

Derivado de los estudios realizados con Parmotrema tinctorum (líquen productor de ácido lecanórico, atranorina y 5-cloroatranorina) se sabe que en la ruta de formación de los derivados del b-orcinol, los radicales mono y dicarbonados se introducen antes de la ciclación de los policétidos, y el formiato se incorpora a la biosíntesis de atranorina y la 5-cloroatranorina, participando en la conformación de los grupo -CHO (C-8) y CH₃ (C-8′) respectivamente. 

Los para-dépsidos derivados del b-orcinol, presentan en la posición 3 del anillo A sustituyentes de un C (-CH_3, -CHO, -COOH), mientras que siempre, en la posición 3’ hay un grupo metilo. Las posiciones 6 y 6′ siempre se encuentran metiladas, y el carboxilo de la posición 1’ forma un éster metílico en los casos de la atranorina y en la 5-cloroatranorina.  

La condición de meta-dépsidos conlleva que la unión éster se establezca entre las posiciones 1 del anillo A y la posición 3’ del anillo B.  Las unidades fenólicas de la serie del orcinol, que intervienen en la formación de dépsidos poseen ahora el hidroxilo en la posición 3’. Hasta el momento se acepta que existe una reacción de esterificación para la formación de estos meta-dépsidos.

Las depsidonas representan un grupo de compuestos relacionados estructuralmente con los dépsidos, los cuales se consideran sus precursores metabólicos. Además de la unión éster (presente en los dépsidos), las depsidonas presentan también un heterociclo adicional, resultante de una unión éter, generalmente entre las posiciones 2 y 5′, como el ácido fisódico.  Sin embargo, y como caso único conocido, en el ácido variolárico la unión éter está entre las posiciones 2 y 3′, siendo éste el único caso.  Como ejemplo de actividad metabólica integrada:  los ácidos olivetórico y fisódico aislados de Cetraria ciliaris .

La formación de depsidonas tanto a partir de los para-dépsidos como de los precursores, se produce gracias a una ciclación oxidativa entre el hidroxilo de la posición 2 del anillo A y la posición 5’ sin sustituir del anillo B en la que se forma una unión éter.  Otra ruta posible de biosíntesis de depsidonas y sus derivados sería a partir de un acoplamento fenólico entre benzofenonas, en la que aparecería como intermediario la espirobenzofurano-3-ona.

La diferenciación entre dépsidos y depsidonas se produce siempre después de la ciclación. Por ejemplo, la inserción del ácido fumárico en la posición 3 del ácido orselínico (a partir del ácido 3-metil-orselínico) daa lugar al anillo B del ácido fumaro-protocetrárico, y como alternativa la esterificación directa del grupo -CH₂OH del anillo B del ácido protocetrárico con el ácido fumárico.

Dibenzofuranos.  Una característica estructural de este grupo de substancias es la unión carbono-carbono y un enlace éter entre las dos unidades fenólicas. El enlace éter se forma a partir de grupos hidroxilos ubicados en las posiciones 11 y 10 de la primera y segunda unidades fenólicas, respectivamente. Los dibenzofuranos pueden dividirse en dos grupos: uno de ellos engloba a los compuestos que presentan un grupo carboxilo en posición 5 del primer anillo, como los ácidos panárico y chizopéltico, y el otro en el que ese grupo no está presente en esa posición, como los ácidos dídimico e hipostrepisílico.

El precursor de  los ácidos úsnicos se forma a partir del ácido 3,5,7-tricetoctanóico (cadena policetídica resultante de la condensación de 1 mol de acetilSCoA y 3 moléculas de malonilSCoA), cuya evolución da origen al acetilfloroglucinol (metilfloroacetofenona).  Sin embargo, muchos autores clasificaban los ácidos úsnicos como un grupo de dibenzofuranos, formados mediante ciclación del tipo floroglucinol y del tipo orselínico, propio de los dibenzofuranos.

Cromonas, xantonas, naftoquinonas, antronas y antraquinonas no son exclusivas de los líquenes ya que sus rutas biosintéticas tanto hongos de vida libre como plantas superiores,   son idénticas

Si biosíntesis implica, como anteriormente a un policetideo intermediario, producto de condensación de una molécula de acetil CoA con un número variable de malonil CoA. En la formación de las cromonas este número varía entre 4 y 8 moléculas generándose así la rupicolina y la sifulina respectivamente.

Sordidona, sifulina y ácido leprárico son las cromonas liquénicas mas conocidas. La sifulina presenta dos derivados, la oxisifulina y la protosifulina, (Siphula ceralites).

En la formación de Xantonas y antronas la condensación se realiza entre una molécula de acetilSCoA y 6 y 7 moles de malonil CoA.   Esta ruta biosintética y la de oxidación de las antronas generando antraquinonas y derivados se presenta en tanto el metabolismo fúngico (Aspergillus e Penicillium sp.) y liquénico, como en el de basidiomicetos y plantas superiores.

Mediante  la acciones oxidativas sobre el anillo B de las antraquinonas se generan derivados de la benzofenona, que fácilmente se transforman en xantonas. La dimerización de las xantonas produce los ácidos secalónicos, con ayuda de fenol-oxidasas, o gracias a la acción de radicales libres derivados de la actividad de ciertas peroxidasas. Las xantonas aisladas de los líquenes se derivan de la norliquexantona. Seis de ellas varían solamente en la metilación del grupo hidroxilo y en la presencia de cloro en el anillo. La eritromona (Haematomma erytromma), es el primer ejemplo de xantona liquénica O-acetilada. La hemaventosina (Haematomma ventosum), el ácido quiodectónico (Chiodecton sanguineum) y la canariona (Usnea canariensis) son ejemplos de naftoquinonas liquénicas.

En los líquenes también se producen algunos glicósidos como sustancias liquénicas. Así de la Rocellaria mollis se ha aislado la rocelina, de la Schismatomma accedens la molina y de la Roccella galepagoensis la galapagina, cuyo aglucón es una cromona.

Continuaremos en otro post

Saludos cordiales,